TEIL 1

Liste von Drittländern, Gebieten und Teilen davon

ISO-Code und Name des Drittlandes	Gebietscode	Beschreibung des Drittlandes, Gebiets bzw. Teils	Veterinärbescheinigung		Besondere Bedingungen
			Muster	ZG
1	2	3	4	5	6
BD — Bangladesch(******)	BD-0	Das Gebiet des Chittagong-Safari-Parks	TRE-A(*******)
CA — Kanada	CA-0	Gesamtes Hoheitsgebiet	POR-X, BOV-X, OVI-X, OVI-Y, RUM(**)		IVb IX V XIII (******)
CH — Schweiz	CH-0	Gesamtes Hoheitsgebiet	(***)
CL – Chile	CL-0	Gesamtes Hoheitsgebiet	BOV-X,OVI-X, RUM
			POR-X, SUI	B
GB Vereinigtes Königreich(********)	GB-0	Gesamtes Hoheitsgebiet
	GB-1	England und Wales	BOV-X, BOV-Y, OVI-X, OVI-Y, POR-X, POR-Y, RUM, SUI		III, IVa, V, IX, XI
	GB-2	Schottland	BOV-X, BOV-Y, OVI-X, OVI-Y, POR-X, POR-Y, RUM, SUI		II, III, IVa, V, IX, XI
GG — Guernsey	GG-0	Gesamtes Hoheitsgebiet	BOV-X, OVI-X, POR-X RUM		V, IX
GL — Grönland	GL-0	Gesamtes Hoheitsgebiet	OVI-X, RUM		V
IM — Insel Man	IM-0	Gesamtes Hoheitsgebiet	BOV-X, BOV-Y, OVI-X, OVI-Y		II, III, IVa, V, IX
HR — Kroatien	HR-0	Gesamtes Hoheitsgebiet	BOV-X, BOV-Y, RUM, OVI-X, OVI-Y
IS — Island	IS-0	Gesamtes Hoheitsgebiet	BOV-X, BOV-Y RUM, OVI-X, OVI-Y
			POR-X, POR-Y	B
JE — Jersey	JE-0	Gesamtes Hoheitsgebiet	BOV-X, BOV-Y		IVa
ME – Montenegro	ME-0	Gesamtes Hoheitsgebiet			I
MK — Republik Nordmazedonien	MK-0	Gesamtes Hoheitsgebiet			I
NZ — Neuseeland	NZ-0	Gesamtes Hoheitsgebiet	BOV-X, BOV-Y, RUM, POR-X, POR-Y OVI-X, OVI-Y		III V XII
PM – St. Pierre und Miquelon	PM-0	Gesamtes Hoheitsgebiet	BOV-X, BOV-Y, RUM, OVI-X, OVI-Y CAM
RS – Serbien(*****)	RS-0	Gesamtes Hoheitsgebiet			I
RU — Russland	RU-0	Gesamtes Hoheitsgebiet
	RU-1	Gesamtes Hoheitsgebiet, ausgenommen die Region Kaliningrad
	RU-2	Region Kaliningrad	BOV-X-TRANSIT-RU		X
US — Vereinigte Staaten	US-0	Gesamtes Hoheitsgebiet	POR-X	D

Besondere Bedingungen (siehe die Fußnoten in den einzelnen Bescheinigungen)

„I” :

Für die Durchfuhr lebender Tiere zur sofortigen Schlachtung oder lebender Mastrinder, die aus einem Mitgliedstaat versandt wurden und für einen anderen Mitgliedstaat bestimmt sind, durch das Hoheitsgebiet eines Drittlandes in LKW, die mit einer Plombe mit Seriennummer verplombt sind.

Die Plombennummer ist in der Veterinärbescheinigung einzutragen, und zwar – bei lebenden Schlachtrindern und Mastrindern – gemäß dem Muster in Anhang F der Richtlinie 64/432/EWG⁽¹⁾ bzw. – bei Schlachtschafen und Schlachtziegen – gemäß Muster I in Anhang E der Richtlinie 91/68/EWG⁽²⁾.

Die Plombe muss beim Eintreffen der Sendung an der angegebenen Eingangsgrenzkontrollstelle der Union unbeschädigt sein, und die Plombennummer ist im integrierten EDV-System der Union für das Veterinärwesen (TRACES) zu erfassen.

Die Bescheinigung ist vor der Durchfuhr durch ein oder mehrere Drittländer am Ort des Ausgangs aus der Union von der zuständigen Veterinärbehörde mit dem Vermerk NUR ZUR DURCHFUHR ZWISCHEN VERSCHIEDENEN TEILEN DER EUROPÄISCHEN UNION DURCH DIE REPUBLIK NORDMAZEDONIEN/MONTENEGRO/SERBIEN^{(*********)(**********)} zu versehen.

Mastrinder müssen unmittelbar zum Bestimmungsbetrieb befördert werden, den die für den Bestimmungsort zuständige Veterinärbehörde festgelegt hat. Solche Tiere dürfen diesen Betrieb nur zur sofortigen Schlachtung verlassen.

„II” :

Gebiet, dem zum Zweck der Ausfuhr lebender Tiere, für die eine Bescheinigung nach dem Muster BOV-X ausgestellt wurde, in die Union der Status „amtlich anerkannt frei von Tuberkulose” zuerkannt wurde.

„III” :

Gebiet, dem zum Zweck der Ausfuhr lebender Tiere, für die eine Bescheinigung nach dem Muster BOV-X ausgestellt wurde, in die Union der Status „amtlich anerkannt frei von Brucellose” zuerkannt wurde.

„IVa” :

Gebiet, dem zum Zweck der Ausfuhr lebender Tiere, für die eine Bescheinigung nach dem Muster BOV-X ausgestellt wurde, in die Union der Status „amtlich anerkannt frei von enzootischer Rinderleukose” zuerkannt wurde.

„IVb” :

Bestand, dem zum Zweck der Ausfuhr lebender Tiere, für die eine Bescheinigung nach dem Muster BOV-X ausgestellt wurde, in die Union der Status „amtlich anerkannt frei von enzootischer Rinderleukose” im Sinne des Anhangs D der Richtlinie 64/432/EWG zuerkannt wurde.

„V” :

Gebiet, dem zum Zweck der Ausfuhr lebender Tiere, für die eine Bescheinigung nach dem Muster OVI-X ausgestellt wurde, in die Union der Status „amtlich anerkannt frei von Brucellose” zuerkannt wurde.

„VI” :

Geografische Beschränkungen.

„VII” :

Gebiet, dem zum Zweck der Ausfuhr lebender Tiere, für die eine Bescheinigung nach dem Muster RUM ausgestellt wurde, in die Union der Status „amtlich anerkannt frei von Tuberkulose” zuerkannt wurde.

„VIII” :

Gebiet, dem zum Zweck der Ausfuhr lebender Tiere, für die eine Bescheinigung nach dem Muster RUM ausgestellt wurde, in die Union der Status „amtlich anerkannt frei von Brucellose” zuerkannt wurde.

„IX” :

Gebiet, dem zum Zweck der Ausfuhr lebender Tiere, für die eine Bescheinigung nach dem Muster POR-X ausgestellt wurde, in die Union der Status „amtlich anerkannt frei von der Aujeszky-Krankheit” zuerkannt wurde.

„X” :

Nur für die Durchfuhr von Rindern für Zucht- und/oder Nutzzwecke aus der Region Kaliningrad durch Litauen in andere Regionen Russlands.

„XI” :

Nicht abgesetzte Hausschweine unter fünf Wochen sind von der Trichinenuntersuchung befreit.

„XII” :

Gebiet, dessen Rinderbeständen der Status anerkannt tuberkulosefreier Rinderbestände zuerkannt wurde, die denen gleichwertig sind, welche nach den Bedingungen des Anhangs A Nummer I Absätze 1 und 2 der Richtlinie 64/432/EWG für die Zwecke der Ausfuhr lebender Tiere in die Union anerkannt sind und für die Bescheinigungen nach den Musterveterinärbescheinigungen BOV-X oder BOV-Y ausgestellt wurden.

„XIII” :

Gebiet, dem zum Zweck der Ausfuhr lebender Tiere, für die eine Bescheinigung nach dem Muster BOV-X, OVI-X, OVI-Y oder RUM ausgestellt wurde, in die Union der Status „amtlich anerkannt als saisonal frei von der Blauzungenkrankheit und der epizootischen Hämorrhagie” zuerkannt wurde.

TEIL 2

Muster

„BOV-X” :

Veterinärbescheinigung für Hausrinder (einschließlich Bubalus- und Bison-Arten sowie ihrer Kreuzungen), die nach der Einfuhr für Zucht- und/oder Nutzzwecke bestimmt sind

„BOV-Y” :

Veterinärbescheinigung für Hausrinder (einschließlich Bubalus- und Bison-Arten sowie ihrer Kreuzungen), die nach der Einfuhr zur sofortigen Schlachtung bestimmt sind

„BOV-X-TRANSIT-RU” :

Veterinärbescheinigung für Hausrinder (einschließlich Bubalus- und Bison-Arten sowie ihrer Kreuzungen), die aus der Region Kaliningrad durch das Hoheitsgebiet Litauens in andere Regionen Russlands durchgeführt werden sollen

„OVI-X” :

Veterinärbescheinigung für Hausschafe (Ovis aries) und Hausziegen (Capra hircus), die nach der Einfuhr für Zucht- und/oder Nutzzwecke bestimmt sind

„OVI-Y” :

Veterinärbescheinigung für Hausschafe (Ovis aries) und Hausziegen (Capra hircus), die nach der Einfuhr zur sofortigen Schlachtung bestimmt sind

„POR-X” :

Muster einer Veterinärbescheinigung für Hausschweine (Sus scrofa), die nach der Einfuhr für Zucht- und/oder Nutzzwecke bestimmt sind oder die für die Durchfuhr durch die Union aus einem Drittland in ein anderes Drittland bestimmt sind

„POR-Y” :

Veterinärbescheinigung für Hausschweine (Sus scrofa), die nach der Einfuhr zur sofortigen Schlachtung bestimmt sind

„RUM” :

Muster einer Veterinärbescheinigung für Tiere der Ordnung Artiodactyla (ausgenommen Rinder — einschließlich Bubalus- und Bison-Arten sowie ihrer Kreuzungen —, Ovis aries, Capra hircus, Suidae und Tayassuidae) sowie für Tiere der Familien der Rhinocerotidae und Elephantidae

„SUI” :

Muster einer Veterinärbescheinigung für nicht domestizierte Suidae, Tayassuidae und Tapiridae

„CAM” :

Muster einer besonderen Tiergesundheitsbescheinigung für Tiere, die gemäß den Bedingungen in Anhang I Teil 7 aus St. Pierre und Miquelon eingeführt werden

ZG (Zusätzliche Garantien)

„A” :

Garantien bezüglich der Untersuchung von Tieren, für die eine Bescheinigung nach dem Muster BOV-X (Nummer II.2.1 d)), OVI-X (Nummer II.2.1 d)) bzw. RUM (Nummer II.2.1 c)) ausgestellt wurde, auf Blauzungenkrankheit und epizootische Hämorrhagie

„B” :

Garantie der Untersuchung von Tieren mit Bescheinigungen nach Muster POR-X (Nummer II.2.4 B) und SUI (Nummer II.2.4 B) auf vesikuläre Schweinekrankheit und klassische Schweinepest

„C” :

Garantie der Untersuchung von Tieren mit Bescheinigungen nach Muster POR-X (Nummer II.2.4 C) und SUI (Nummer II.2.4 C) auf Brucellose.

„D” :

Garantie der Untersuchung von Tieren mit Bescheinigungen nach Muster POR-X (Nummer II.2.1 Buchstabe b) auf vesikuläre Stomatitis.

Muster BOV-X

Muster BOV-X-TRANSIT-RU

Muster OVI-X

Muster OVI-Y

Muster POR-X

Muster RUM

TEIL 3

Erklärung des Schiffskapitäns/der Schiffskapitänin

Der unterzeichnete Kapitän/Die unterzeichnete Kapitänin des Schiffes (Schiffsname …) erklärt, dass die in der beiliegenden Veterinärbescheinigung (Nr. …) bezeichneten Tiere während der Beförderung von … in … (Ausfuhrland) nach/in … in der Union an Bord verblieben sind und dass das Schiff auf dem Weg in die Union außer … (Anlaufhäfen) keinen Ort außerhalb von … (Ausfuhrland) angelaufen hat. Während der Beförderung sind die Tiere außerdem nicht mit anderen Tieren an Bord in Berührung gekommen, die einen niedrigeren Gesundheitsstatus aufweisen. Geschehen zu … am …
(Zielhafen)	(Datum der Ankunft)
(Stempel)	(Unterschrift des Schiffskapitäns/der Schiffskapitänin)
	(Name in Großbuchstaben und Amtsbezeichnung)

TEIL 4

Erklärung des Flugkapitäns/der Flugkapitänin des Flugzeugs

Der unterzeichnete Flugkapitän/Die unterzeichnete Flugkapitänin des Flugzeugs (Name des Flugzeugs …) erklärt, dass die Kiste oder der Container, die/der die in der beiliegenden Veterinärbescheinigung (Nr. …) bezeichneten Tiere enthält, und ihre/seine Umgebung vor dem Abflug mit einem Insektizid besprüht wurden. Geschehen zu … am …
(Abflughafen)	(Abflugdatum)
(Stempel)	(Unterschrift des Flugkapitäns/der Flugkapitänin)
	(Name in Großbuchstaben und Amtsbezeichnung)

TEIL 5

Zuzulassende Sammelstellen müssen folgende Bedingungen erfüllen:

I.

Sie müssen unter der Aufsicht eines amtlichen Tierarztes/einer amtlichen Tierärztin stehen.

II.

Sie müssen inmitten eines Gebiets von mindestens 20 km Durchmesser liegen, in dem nach amtlicher Feststellung zumindest in den letzten 30 Tagen vor ihrer Nutzung als zugelassene Sammelstellen kein Fall von Maul- und Klauenseuche aufgetreten ist.

III.

Sie müssen vor jeder Nutzung als zugelassene Sammelstellen mit einem Desinfektionsmittel gereinigt und desinfiziert werden, das im Ausfuhrland amtlich zur Bekämpfung der Maul- und Klauenseuche zugelassen ist.

IV.

Sie müssen unter Berücksichtigung ihrer Aufnahmekapazität Folgendes umfassen:

a)

eigene Räumlichkeiten für die Zusammenführung von Tieren;

b)

geeignete, leicht zu reinigende und zu desinfizierende Anlagen zum Verladen und Entladen, zur artgerechten Unterbringung, zur Fütterung und Tränkung sowie zur etwaigen Behandlung der Tiere;

c)

geeignete Untersuchungsräume und Isolierstationen;

d)

geeignete Ausrüstung für Reinigung und Desinfektion von Räumen und LKW;

e)

geeignete Lagerräume für Futter, Einstreu und Mist;

f)

ein geeignetes System zur Abwassersammlung und Abwasserableitung;

g)

ein Büro für den amtlichen Tierarzt/die amtliche Tierärztin.

V.

Während des Betriebs müssen genügend Tierärzte/Tierärztinnen anwesend sein, um alle Aufgaben gemäß Teil 5 wahrzunehmen.

VI.

Es dürfen nur Tiere aufgenommen werden, die individuell so gekennzeichnet sind, dass sich ihre Herkunft ermitteln lässt. Zu diesem Zweck muss sich der Eigentümer bzw. Betreiber einer Sammelstelle bei der Einstallung von Tieren vergewissern, dass diese ordnungsgemäß gekennzeichnet sind und ihnen Tiergesundheitsdokumente oder Tiergesundheitsbescheinigungen für die betreffende Tierart bzw. Tierkategorie beiliegen.

Darüber hinaus muss der Eigentümer bzw. Betreiber der Sammelstelle Folgendes für mindestens drei Jahre in einem Register oder in einer Datenbank erfassen: Name des Tiereigentümers, Herkunft der Tiere, Datum der Einstallung und der Ausstallung, Kennnummern der Tiere oder Registriernummer des Herkunftsbestands und des Bestimmungsbetriebs, Zulassungsnummer des Frachtführers sowie das Kennzeichen des LKW, mit dem die Tiere angeliefert bzw. abtransportiert werden.

VII.

Alle Tiere, die auf eine Sammelstelle aufgetrieben werden, müssen die Tiergesundheitsanforderungen erfüllen, die für das Verbringen der betreffenden Tierkategorie in die Union gelten.

VIII.

Tiere, die in die Union verbracht werden sollen und im Zuge dessen auf eine Sammelstelle aufgetrieben werden, müssen binnen sechs Tagen nach ihrem Eintreffen in der Sammelstelle verladen und unter folgenden Bedingungen auf direktem Wege zur Grenze des Ausfuhrlandes befördert werden:

a)

Sie kommen nicht mit Klauentieren in Berührung, die die Tiergesundheitsbedingungen für das Verbringen der betreffenden Tierkategorie in die Union nicht erfüllen;

b)

sie werden so aufgeteilt, dass keine Sendung gleichzeitig Zuchttiere/Nutztiere und zur sofortigen Schlachtung bestimmte Tiere enthält;

c)

sie werden in Transportmitteln oder Containern befördert, die vor ihrer Verwendung mit einem Desinfektionsmittel gereinigt und desinfiziert wurden, das im Ausfuhrland amtlich zur Bekämpfung der Maul- und Klauenseuche zugelassen ist, und die so gebaut sind, dass Kot, Urin, Einstreu und Futter während der Beförderung nicht aus dem Transportmittel oder Container ausfließen oder herausfallen können.

IX.

Sehen die Bedingungen für die Ausfuhr von Tieren in die Union vor, dass die Tiere innerhalb eines bestimmten Zeitraums vor dem Verladen untersucht werden müssen, so umfasst dieser Zeitraum höchstens sechs Tage (ab dem Datum des Eintreffens der Tiere in der zugelassenen Sammelstelle gerechnet), während deren die Tiere zusammengeführt werden.

X.

Das Ausfuhrdrittland muss die Sammelstellen bestimmen, die für Zucht- und Nutztiere bzw. für Schlachttiere zugelassen werden, und der Kommission sowie den zuständigen Zentralbehörden der Mitgliedstaaten Name und Anschrift dieser Sammelstellen mitteilen. Diese Angaben sind in regelmäßigen Abständen auf den neuesten Stand zu bringen.

XI.

Das Ausfuhrdrittland regelt die amtliche Aufsicht über zugelassene Sammelstellen und trägt dafür Sorge, dass diese tatsächlich beaufsichtigt werden.

XII.

Die zuständige Behörde des Drittlandes hat die zugelassenen Sammelstellen regelmäßig zu inspizieren, um zu überprüfen, ob die Zulassungsbedingungen gemäß den Nummern I bis XI weiterhin erfüllt sind.

Ergibt eine derartige Inspektion, dass die genannten Bedingungen nicht mehr eingehalten werden, so muss die Zulassung der Sammelstelle ausgesetzt werden. Die Zulassung darf erst dann wieder erteilt werden, wenn sich die zuständige Behörde vergewissert hat, dass die Sammelstelle die Bedingungen gemäß den Nummern I und XI vollständig erfüllt.

TEIL 6

Tuberkulose

Es wird ein Intrakutan-Monotest (einmalige Applikation von Rindertuberkulin) gemäß Anhang B der Richtlinie 64/432/EWG durchgeführt. Im Fall von Tieren der Familie Suidae wird der Intrakutan-Monotest gemäß Anhang B der Richtlinie 64/432/EWG mit Geflügeltuberkulin vorgenommen, wobei sich die Injektionsstelle jedoch davon abweichend auf der losen Haut unterhalb des Ohres befindet.

Brucellose (Brucella abortus)

Serumagglutinationstest, Komplementbindungsreaktion, gepufferter Brucella-Antigentest, Enzymimmunoassay (ELISA) und Fluoreszenz-Polarisations-Assay (FPA) werden gemäß Anhang C der Richtlinie 64/432/EWG durchgeführt.

Brucellose (Brucella melitensis)

Es werden Tests gemäß Anhang C der Richtlinie 91/68/EWG durchgeführt.

Enzootische Rinderleukose

Agargel-Immundiffusionstest und ELISA werden gemäß Anhang D Kapitel II Abschnitt A und C der Richtlinie 64/432/EWG durchgeführt.

Blauzungenkrankheit

A. Der Blocking-ELISA oder der kompetitive ELISA wird nach folgendem Protokoll vorgenommen: Mit dem kompetitiven ELISA unter Verwendung monoklonaler Antikörper (3-17-A3) lassen sich Antikörper gegen alle bekannten Serotypen des Blauzungenvirus (BTV) nachweisen. Das Testprinzip besteht in der Unterbrechung der Reaktion zwischen dem BTV-Antigen und einem gruppenspezifischen monoklonalen Antikörper (3-17-A3) durch die Zugabe von Testserum. BTV-Antikörper im Testserum blockieren die Reaktivität des monoklonalen Antikörpers (mAk) und bewirken nach Zugabe von enzymmarkiertem Anti-Maus-Antikörper und Chromogen/Substrat eine Abschwächung der erwarteten Farbreaktion. Seren können mit einer Einzelverdünnung von 1:5 getestet (Format Einzelverdünnung, siehe Anlage 1) oder zur Ermittlung von Verdünnungsendpunkten titriert werden (Format Serumtitration, siehe Anlage 2). Eine Hemmung von über 50 % kann als positiv gelten.

Material und Reagenzien

1.

Geeignete ELISA-Mikrotiterplatten

2.

Antigen: geliefert als Konzentrat, das aus Zellen extrahiert wurde, wie nachstehend beschrieben aufbereitet und entweder bei –20 °C oder bei –70 °C gelagert

3.

Blocking-Puffer: phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) mit 0,3 % an BTV-negativem Serum ausgewachsener Rinder, PBS mit einem Volumenanteil an Tween 20 (geliefert als Polyoxyethylensorbitanmonolaurat-Sirup) von 0,1 %

4.

mAk: 3-17-A3 (geliefert als Hybridom-Gewebekulturüberstand), gegen das gruppenspezifische Polypeptid VP7 gerichtet, bei –20 °C gelagert oder gefriergetrocknet und vor Gebrauch im Verhältnis 1:100 mit Blocking-Puffer verdünnt

5.

Konjugat: Kaninchen-anti-Maus-Globulin (adsorbiert und eluiert), mit Meerrettichperoxidase konjugiert und bei 4 °C im Dunkeln aufbewahrt

6.

Chromogen und Substrat: Ortho-Phenyldiamin (OPD-Chromogen) mit einer Endkonzentration von 0,4 mg/ml in sterilem destilliertem Wasser; Wasserstoffperoxid (Substrat mit einer Massenkonzentration von 30 %), 0,05 % (Volumenanteil) unmittelbar vor Gebrauch zugegeben (5 μl H₂O₂ je 10 ml OPD) (Vorsicht beim Umgang mitOPD – Gummihandschuhe tragen – vermutetes Mutagen)

7.

1-molare Schwefelsäure: Zugabe von 26,6 ml Säure zu 473,4 ml destilliertes Wasser (Merke: Stets Säure in Wasser, nie Wasser in Säure geben)

8.

Orbitalschüttler

9.

ELISA-Plattenlesegerät (das Testergebnis kann visuell abgelesen werden)

Testformat

Cc: Konjugatkontrolle (kein Serum/kein mAk); C++: stark positive Serumkontrolle; C+: schwach positive Serumkontrolle; C–: negative Serumkontrolle; Cm: mAk-Kontrolle (kein Serum).

ANLAGE 1:

Format Einzelverdünnung (1:5) (40 Seren/Platte)

	Kontrollen		Testseren
	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10	11	12
A	Cc	C–	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10
B	Cc	C–	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10
C	C++	C++
D	C++	C++
E	C+	C+
F	C+	C+
G	Cm	Cm										40
H	Cm	Cm										40

ANLAGE 2:

Format Serumtitration (10 Seren/Platte)

	Kontrollen		Testseren
	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10	11	12
A	Cc	C–	1:5									1:5
B	Cc	C–	1:10									1:10
C	C++	C++	1:20									1:20
D	C++	C++	1:40									1:40
E	C+	C+	1:80									1:80
F	C+	C+	1:160									1:160
G	Cm	Cm	1:320									1:320
H	Cm	Cm	1:640									1:640

Testprotokoll

Konjugatkontrolle (Cc):

Vertiefungen 1A und 1B sind Blindkontrollen, die aus BTV-Antigen und Konjugat bestehen. Kann als Blindwert für das ELISA-Plattenlesegerät verwendet werden.

mAk-Kontrolle (Cm):

Spalten 1 und 2, Reihen G und H sind mAk-Kontrollen und enthalten BTV-Antigen, mAk und Konjugat. Diese Vertiefungen entsprechen der stärksten Farbintensität. Der Mittelwert der als optische Dichte (OD) gemessenen Ergebnisse dieser Kontrolle entspricht einer Hemmung von 0 %.

Positivkontrolle (C++, C+):

Spalten 1 und 2 sowie Reihen C, D, E und F. Diese Vertiefungen enthalten BTV-Antigen, stark bzw. schwach positive BTV-Antiseren, mAk und Konjugat.

Negativkontrolle (C–):

Vertiefungen 2A und 2B sind die Negativkontrollen, die BTV-Antigen, negatives BTV-Antiserum, mAk und Konjugat enthalten.

Testseren:

Zum Zweck umfangreicher serologischer Untersuchungen und schneller Reihenuntersuchungen können Seren mit einer Einzelverdünnung von 1:5 (siehe Anlage 1) getestet werden. Allerdings ist es auch möglich, 10 Seren in einer Verdünnungsreihe von 1:5 nach 1:640 (siehe Anlage 2) zu testen. Dies ergibt einen Anhaltspunkt für den Antikörpertiter in den Testseren.

Testdurchführung

1.

BTV-Antigen auf vortitrierte Konzentration in PBS verdünnen, zur Dispersion aggregierter Viren kurz mit Ultraschall behandeln (ist kein Sonikator vorhanden, kräftig pipettieren) und 50 μl in alle Vertiefungen der ELISA-Mikrotiterplatte geben. Antigen durch Klopfen an der Plattenseite verteilen.

2.

60 Minuten bei 37 °C in einem Orbitalschüttler inkubieren. Platten dreimal mit nichtsteriler PBS waschen und mit Fließpapier trockentupfen.

3.

Kontrollvertiefungen: 100 μl Blocking-Puffer in Cc-Vertiefungen geben. 50 μl positive und negative Kontrollseren mit einer Verdünnung von 1:5 (10 μl Seren und 40 μl Blocking-Puffer) in die jeweiligen Vertiefungen C–, C+ und C++ geben. 50 μl Blocking-Puffer in die mAk-Kontrollvertiefungen geben.

Einzelverdünnung: Testserum mit einer Verdünnung von 1:5 (10 μl Seren und 40 μl Blocking-Puffer) im Doppelansatz in die Spalten 3 bis 12 geben;

oder

Serumtitration: über acht Vertiefungen einzelner Spalten von 3 bis 12 eine 2er-Verdünnungsreihe jeder Testprobe (von 1:5 nach 1:640) in Blocking-Puffer anlegen.

4.

Unmittelbar nach Zugabe der Testseren mAk im Verhältnis 1:100 in Blocking-Puffer verdünnen und 50 μl in alle Plattenvertiefungen außer Blindkontrollen geben.

5.

60 Minuten bei 37 °C in einem Orbitalschüttler inkubieren. Dreimal mit PBS waschen und trockentupfen.

6.

Kaninchen-anti-Maus-Konzentrat auf 1:5000 in Blocking-Puffer verdünnen und 50 μl in alle Plattenvertiefungen geben.

7.

60 Minuten bei 37 °C in einem Orbitalschüttler inkubieren. Dreimal mit PBS waschen und trockentupfen.

8.

OPD auftauen und unmittelbar vor Gebrauch 5 μl 30 %iges Wasserstoffperoxid in jede 10 ml OPD geben. 50 μl in alle Plattenvertiefungen geben. Während der Farbentwicklung ungefähr 10 Minuten stehenlassen und die Reaktion mit 1-molarer Schwefelsäure (50 μl je Vertiefung) stoppen. In den mAk-Kontrollvertiefungen und in den Vertiefungen, die Seren ohne BTV-Antikörper enthalten, sollte sich eine Farbreaktion zeigen.

9.

Ergebnisse entweder visuell oder mit einem Spektralfotometer ablesen und aufzeichnen.

Ergebnisanalyse

Mittels geeigneter Software die OD-Werte und, ausgehend von dem für die Antigenkontrollvertiefungen gemessenen Mittelwert, die Werte der Hemmung in Prozent (percentage inhibition, PI) für Test- und Kontrollseren ausdrucken. Anhand der als OD- und PI-Werte ausgedrückten Daten lässt sich bestimmen, ob der Test innerhalb akzeptabler Grenzen durchgeführt wurde. Die oberen und unteren Kontrollgrenzen für die mAk-Kontrolle (mangels Testseren Antigen plus mAk) liegen zwischen den OD-Werten 0,4 und 1,4. Alle Platten, die die genannten Kriterien nicht erfüllen, sind zu verwerfen. Falls keine geeignete Software zur Verfügung steht, OD-Werte mit einem ELISA-Drucker ausdrucken. Den OD-Mittelwert für die Antigenkontrollvertiefungen, der dem 100 %-Wert entspricht, berechnen. Den 50 %-OD-Wert bestimmen und die Positivität und Negativität jeder Probe manuell berechnen. PI-Wert = 100 – (OD jeder Testkontrolle: OD-Mittelwert von Cm) × 100. Die Vertiefungen der Negativkontrolle und der Blindkontrolle (jeweils Doppelbestimmung) müssen PI-Werte zwischen +25 % und –25 % bzw. zwischen +95 % und +105 % zeigen. Werte außerhalb dieser Grenzen machen das Ergebnis der Platte zwar nicht ungültig, lassen jedoch vermuten, dass sich eine Hintergrundfärbung ausbildet. Die stark und schwach positiven Kontrollseren müssen PI-Werte zwischen +81 % und +100 % bzw. zwischen +51 % und +80 % zeigen. Der diagnostische Schwellenwert für Testseren beträgt 50 % (PI von 50 % oder OD von 50 %). Proben mit PI-Werten über 50 % werden als negativ verzeichnet. Proben mit PI-Werten über oder unter dem Schwellenwert für die Doppelbestimmung gelten als zweifelhaft; sie können in einer Einzelverdünnung und/oder durch Serumtitration erneut analysiert werden. Positive Proben können ebenfalls titriert werden, damit ein Anhaltspunkt für den Grad der Positivität ermittelt wird. Visuelles Ablesen: Positive und negative Proben lassen sich leicht mit bloßem Auge erkennen; schwach positive oder stark negative Proben sind mitunter mit bloßem Auge schwerer auszuwerten.

Aufbereitung des BTV-ELISA-Antigens

1.

40 bis 60 Kulturkolben nach Roux, die konfluente BHK-21-Zellen enthalten, dreimal mit serumfreiem Medium nach Eagle waschen und mit Blauzungenvirus (Serotyp 1) in serumfreiem Medium nach Eagle infizieren.

2.

Bei 37 °C inkubieren und täglich auf zytopathischen Effekt untersuchen.

3.

Ist der zytopathische Effekt bei 90 % bis 100 % des Zellrasens jedes Roux-Kulturkolbens vollständig, das Virus durch Abschütteln etwaiger noch am Glas haftender Zellen ernten.

4.

Zum Pelletieren der Zellen bei 2000 bis 3000 U/min zentrifugieren.

5.

Überstand verwerfen und die Zellen in ungefähr 30 ml PBS mit 1 % „Sarkosyl” und 2 ml Phenylmethylsulphonylfluorid (Lysepuffer) resuspendieren. Dies kann dazu führen, dass die Zellen ein Gel bilden; zur Verringerung dieses Effekts kann mehr Lysepuffer zugegeben werden. (Hinweis: Phenylmethylsulphonylfluorid ist gesundheitsschädlich – mit äußerster Vorsicht verwenden.)

6.

Die Zellen 60 Sekunden mit einer Ultraschallsonde bei 30 Mikron Amplitude lösen.

7.

10 Minuten bei 10000 U/min zentrifugieren.

8.

Den Überstand bei +4 °C lagern und das verbleibende Zellpellet in 10 bis 20 ml Lysepuffer resuspendieren.

9.

Insgesamt dreimal mit Ultraschall behandeln und klären; dabei den Überstand in jeder Phase lagern.

10.

Die Überstände poolen und mit einer Beckmann-Zentrifuge (30-ml-Röhrchen und SW-28-Rotor) 120 Minuten bei 24000 U/min (100,000 g) und +4 °C über einem 5-ml-Kissen Saccharoselösung (40 % Massenkonzentration in PBS) zentrifugieren.

11.

Überstand verwerfen, Röhrchen gründlich ausspülen und das Pellet in PBS durch Ultraschallbehandlung resuspendieren. Das Antigen aliquotieren und bei –20 °C lagern.

Titration des BTV-ELISA-Antigens

Das BTV-ELISA-Antigen wird mit Hilfe des indirekten ELISA titriert. 2er-Antigenverdünnungen werden gegen eine konstante Verdünnung (1:100) monoklonaler Antikörper 3-17-A3 titriert. Protokoll:

1.

BTV-Antigen, 1:20 in PBS verdünnt, mit einer Mehrkanalpipette in einer 2er-Verdünnungsreihe (50 μl je Vertiefung) über die gesamte Mikrotiterplatte titrieren.

2.

Eine Stunde bei 37 °C auf einem Orbitalschüttler inkubieren.

3.

Mikrotiterplatte dreimal mit PBS waschen.

4.

In jede Vertiefung der Mikrotiterplatte 50 μl mAk 3-17-A3 (1:100 verdünnt) geben.

5.

Eine Stunde bei 37 °C auf einem Orbitalschüttler inkubieren.

6.

Mikrotiterplatte dreimal mit PBS waschen.

7.

50 μl Kaninchen-anti-Maus-Globulin, mit Meerrettichperoxidase konjugiert und in einer vortitrierten optimalen Konzentration verdünnt, in jede Vertiefung der Mikrotiterplatte geben.

8.

Eine Stunde bei 37 °C auf einem Orbitalschüttler inkubieren.

9.

Wie vorstehend beschrieben Substrat und Chromogen zugeben. Die Reaktion nach 10 Minuten durch Zugabe von 1-molarer Schwefelsäure (50 μl je Vertiefung) stoppen.

Beim kompetitiven ELISA muss ein Überschuss an mAk vorhanden sein; daher wird eine Antigenverdünnung gewählt, die auf der Titrationskurve (nicht auf dem Plateau) liegt und nach 10 Minuten ungefähr eine OD von 0,8 ergibt.

B. Der Agargel-Immundiffusionstest wird nach folgendem Protokoll durchgeführt:

Antigen

Das präzipitierende Antigen kann in jeder Zellkultur aufbereitet werden, in der sich ein Referenzstamm des Blauzungenvirus schnell vermehren kann. Es werden BHK-Zellen oder Vero-Zellen empfohlen. Das Antigen ist am Ende der Vermehrung des Virus im Überstand vorhanden, erfordert jedoch eine 50fache bis 100fache Konzentration, um wirksam zu sein. Dies kann mit jedem Standard-Proteinkonzentrationsverfahren erreicht werden; Viren im Antigen können durch Zugabe von 0,3 % β-Propiolacton (Volumenanteil) inaktiviert werden.

Bekanntes positives Kontrollserum

Unter Verwendung des internationalen Referenzserums und Referenzantigens wird ein nationales Standardserum hergestellt, für ein optimales Verhältnis gegenüber dem internationalen Referenzserum standardisiert, gefriergetrocknet und bei jedem Test als das bekannte positive Kontrollserum verwendet.

Testserum

Testdurchführung:

1 % Agarose, in Borat oder Natriumbarbitolpuffer (pH-Wert zwischen 8,5 und 9,0) aufbereitet, in eine Petrischale gießen (Mindesttiefe 3,0 mm). Ein Testschema von sieben feuchtigkeitsfreien Vertiefungen mit einem Durchmesser von jeweils 5,0 mm in den Agar stanzen. Das Schema besteht aus einer Vertiefung in der Mitte und sechs (im Radius von 3 cm) kreisförmig angeordneten Vertiefungen. Das Standardantigen in die mittlere Vertiefung geben. In die äußeren Vertiefungen 2, 4 und 6 bekanntes positives Kontrollserum, in die Vertiefungen 1, 3 und 5 die Testseren geben. Die so vorbereitete Platte bis zu 72 Stunden bei Raumtemperatur in einer geschlossenen feuchten Kammer inkubieren.

Auswertung:

Ein Testserum ist positiv, wenn sich gegen das Antigen eine spezifische Präzipitatlinie und gegen das Kontrollserum eine durchgehende Identitätslinie ausbildet. Ein Testserum ist negativ, wenn sich keine spezifische Präzipitatlinie gegen das Antigen ausbildet und die Linie des Kontrollserums nicht gebogen ist. Die Petrischalen müssen bei indirekter Beleuchtung gegen einen dunklen Hintergrund untersucht werden.

Epizootische Hämorrhagie der Hirsche (EHD)

Der Agargel-Immundiffusionstest wird nach folgendem Protokoll durchgeführt:

Antigen

Das präzipitierende Antigen kann in jeder Zellkultur aufbereitet werden, in der sich der jeweilige Serotyp bzw. die jeweiligen Serotypen des EHD-Virus schnell vermehren kann/können. Es werden BHK-Zellen oder Vero-Zellen empfohlen. Das Antigen ist am Ende der Vermehrung des Virus im Überstand vorhanden, erfordert jedoch eine 50fache bis 100fache Konzentration, um wirksam zu sein. Dies kann mit jedem Standard-Proteinkonzentrationsverfahren erreicht werden; Viren im Antigen können durch Zugabe von 0,3 % β-Propiolacton (Volumenanteil) inaktiviert werden.

Bekanntes positives Kontrollserum

Unter Verwendung des internationalen Referenzserums und Referenzantigens wird ein nationales Standardserum hergestellt, für ein optimales Verhältnis gegenüber dem internationalen Referenzserum standardisiert, gefriergetrocknet und bei jedem Test als das bekannte positive Kontrollserum verwendet.

Testserum

Testdurchführung:

1 % Agarose, in Borat oder Natriumbarbitolpuffer (pH-Wert zwischen 8,5 und 9,0) aufbereitet, in eine Petrischale gießen (Mindesttiefe 3,0 mm). Ein Testschema von sieben feuchtigkeitsfreien Vertiefungen mit einem Durchmesser von jeweils 5,0 mm in den Agar stanzen. Das Schema besteht aus einer Vertiefung in der Mitte und sechs (im Radius von 3 cm) kreisförmig angeordneten Vertiefungen. Das Standardantigen in die mittlere Vertiefung geben. In die äußeren Vertiefungen 2, 4 und 6 bekanntes positives Kontrollserum, in die Vertiefungen 1, 3 und 5 die Testseren geben. Die so vorbereitete Platte bis zu 72 Stunden bei Raumtemperatur in einer geschlossenen feuchten Kammer inkubieren.

Auswertung:

Ein Testserum ist positiv, wenn sich gegen das Antigen eine spezifische Präzipitatlinie und gegen das Kontrollserum eine durchgehende Identitätslinie ausbildet. Ein Testserum ist negativ, wenn sich keine spezifische Präzipitatlinie gegen das Antigen ausbildet und die Linie des Kontrollserums nicht gebogen ist. Die Petrischalen müssen bei indirekter Beleuchtung gegen einen dunklen Hintergrund untersucht werden.

Infektiöse bovine Rhinotracheitis/infektiöse pustulöse Vulvovaginitis

A. Der Serumneutralisationstest wird nach folgendem Protokoll durchgeführt:

Serum:

Alle Seren vor Gebrauch 30 Minuten bei 56 °C inaktivieren.

Testdurchführung:

Für den Serumneutralisationstest mit variierendem Virustiter auf Mikrotiterplatten MDBK-Zellen oder andere empfängliche Zellen verwenden. Den Colorado-Stamm, Oxford-Stamm oder einen anderen Referenzstamm des Virus bei 100 TCID₅₀ je 0,025 ml verwenden; inaktivierte unverdünnte Serumproben mit einem gleichen Volumen (0,025 ml) Virussuspension mischen. Vor Zugabe der MDBK-Zellen die Virus-Serum-Gemische 24 Stunden bei 37 °C auf den Mikrotiterplatten inkubieren. Die Zellen in einer Konzentration verwenden, die gewährleistet, dass sich nach 24 Stunden eine Monolayerkultur ausbildet.

Kontrollen:

i) Prüfung der Infektiosität des Virus, ii) Kontrolle der Serumtoxizität, iii) Kontrolle der unbeimpften Zellkulturen, iv) Referenzantiseren.

Auswertung:

Die Ergebnisse des Neutralisationstests und der Titer des beim Test verwendeten Virus werden nach 3- bis 6-tägiger Inkubation bei 37 °C abgelesen. Serumtiter gelten als negativ, wenn bei einer Verdünnung von 1:2 (unverdünntes Serum) keine Neutralisationsreaktion eintritt.

B. Jeder andere Test, der gemäß der Entscheidung 2004/558/EG⁽³⁾ anerkannt ist.

Maul- und Klauenseuche (MKS)

A. Proben aus Ösophagus/Pharynx werden nach folgendem Protokoll entnommen und getestet:

Reagenzien:

Vor der Probenahme das Transportmedium vorbereiten. Jeweils ein Volumen von 2 ml in so viele Behältnisse geben, wie Tiere zu untersuchen sind. Die Behältnisse müssen gefrierfest und zur Beförderung über festem CO₂ oder flüssigem Stickstoff geeignet sein. Die Probenahme erfolgt mit einem speziell konzipierten Probang-Gerät. Zur Probenahme den Becher des Probang-Gerätes durch das Maul über den Zungenrücken in den oberen Teil des Ösophagus einführen. Durch lateral und dorsal gerichtete Bewegungen wird versucht, das Oberflächenepithel des oberen Ösophagus und des Pharynx abzuschilfern. Das Probang-Gerät herausnehmen (falls möglich, nachdem das Tier geschluckt hat). Der Becher muss voll sein und ein Gemisch aus Schleim, Speichel, Ösophagopharyngeal-Flüssigkeit und Zellmaterial enthalten. Es muss sichergestellt werden, dass jede Probe eine gewisse Menge sichtbares Zellmaterial enthält. Eine grobe, Blutungen verursachende Behandlung des Tieres ist zu vermeiden. Bei bestimmten Tieren sind die Proben möglicherweise stark mit Panseninhalt verunreinigt. Solche Proben sind zu verwerfen, und vor Wiederholung der Probenahme muss das Maul des Tieres mit Wasser oder vorzugsweise mit physiologischer Kochsalzlösung gespült werden.

Behandlung der Proben:

Jede Probe, die mit dem Probang-Becher entnommen wurde, auf ihre Qualität prüfen; ein Volumen von 2 ml mit einem gleichen Volumen Transportmedium in ein gefrierfestes Behältnis geben. Die Behältnisse fest verschließen, versiegeln, desinfizieren und beschriften. Die Proben kühl (+4 °C) aufbewahren und innerhalb drei bis vier Stunden untersuchen oder bis zur Untersuchung auf Trockeneis (–69 °C) oder flüssigem Stickstoff gefroren halten. Zwischen den einzelnen Probenahmen das Probang-Gerät desinfizieren und dreimal mit sauberem Wasser spülen.

Test auf MKS-Virus:

Primäre Kulturen aus Rinderschilddrüsenzellen mit den Proben beimpfen (mindestens drei Röhrchen je Probe). Auch andere empfängliche Zellen, etwa primäre Rindernieren- oder Schweinenierenzellen, können verwendet werden; es ist jedoch zu beachten, dass Letztere für bestimmte Stämme des MKS-Virus weniger empfindlich sind. Die Röhrchen bei 37 °C im Rollerapparat inkubieren und 48 Stunden lang täglich auf zytopathischen Effekt untersuchen. Negative Kulturen durch Blindpassage auf frische Kulturen übertragen und erneut 48 Stunden lang untersuchen. Die Spezifität jedes zytopathischen Effekts muss bestätigt werden.

Empfohlene Transportmedien:

1.

0,08-molarer Phosphatpuffer, pH-Wert 7,2, mit 0,01 % Rinderserumalbumin, 0,002 % Phenolrot und Antibiotika.

2.

Zellkulturmedium (z. B. Eagle’s MEM) mit 0,04-molarem HEPES-Puffer, 0,01 % Rinderserumalbumin und Antibiotika, pH-Wert 7,2.

3.

Dem Transportmedium müssen Antibiotika (je ml fertige Lösung) zugesetzt werden, z. B. 1000 IE Penicillin, 100 IE Neomycinsulfat, 50 IE Polymyxin-B-Sulfat oder 100 IE Nystatin.

B. Der Virusneutralisationstest wird nach folgendem Protokoll durchgeführt:

Reagenzien:

MKS-Virus-Antigen in Zellkulturen oder auf Rinderzungen aufbereiten und bei –70 °C oder weniger oder nach Zugabe einer Lösung mit 50 % Glycerol bei –20 °C lagern und als Vorratsantigen verwenden. Das MKS-Virus ist unter diesen Bedingungen stabil, und Titer sind über Monate hinweg wenig veränderlich.

Testdurchführung:

Der Test wird mit empfänglichen Zellen wie IB-RS-2-Zellen, BHK-21-Zellen oder Kälbernierenzellen auf flachgrundigen Mikrotiterplatten durchgeführt. Die Testseren 1:4 in serumfreiem Zellkulturmedium unter Zugabe von 100 IE/ml Neomycin oder anderer geeigneter Antibiotika verdünnen. Die Seren 30 Minuten bei 56 °C inaktivieren, mit jeweils 0,05 ml unter Verwendung von 0,05-ml-Ösen 2er-Verdünnungsreihen auf Mikrotiterplatten anlegen. In jede Vertiefung vortitrierte Viren geben, die ebenfalls in serumfreiem Zellkulturmedium verdünnt wurden und 100 TCID₅₀ je 0,05 ml enthalten. Nach einer für die Neutralisationsreaktion erforderlichen Inkubation von einer Stunde bei 37 °C in jede Vertiefung 0,05 ml Suspensionszellen mit 0,5 × 10⁶ bis 1,0 × 10⁶ Zellen je 1 ml in Zellkulturmedium, das MKS-Virus-antikörperfreies Serum enthält, geben und die Mikrotiterplatten versiegeln. Mikrotiterplatten bei 37 °C inkubieren. Monolayer sind normalerweise binnen 24 Stunden konfluent. Der zytopathische Effekt ist nach 48 Stunden in der Regel so stark ausgeprägt, dass er sich unter dem Mikroskop ablesen lässt. Zu diesem Zeitpunkt kann eine endgültige mikroskopische Ablesung erfolgen, oder die Platten können fixiert und zur makroskopischen Ablesung beispielsweise mit einer Lösung mit 10 % Formol-Kochsalz und 0,05 % Methylenblau angefärbt werden.

Kontrollen:

Die Kontrollen bei jedem Test umfassen ein homologes Antiserum mit bekanntem Titer, eine Zellkontrolle, eine Kontrolle der Serumtoxizität, eine Mediumkontrolle und eine Virustitration, auf deren Grundlage die beim Test tatsächlich verwendete Virusmenge berechnet wird.

Auswertung:

Vertiefungen mit Anzeichen eines zytopathischen Effekts gelten als infiziert, und Neutralisationstiter werden ausgedrückt als reziproker Wert der in den Serum-Virus-Gemischen am 50 %-Endpunkt (geschätzt nach der Spearman-Kärber-Methode; Kärber, G., „Beitrag zur kollektiven Behandlung pharmakologischer Reihenversuche” , in Archiv für Experimentelle Pathologie und Pharmakologie 162 (1931), S. 480) vorhandenen Endverdünnung des Serums. Testergebnisse sind gültig, wenn die beim Test tatsächlich je Vertiefung verwendete Virusmenge zwischen 101,5 TCID₅₀ und 102,5 TCID₅₀ ausmacht und der Titer des Referenzserums höchstens das Zweifache des erwarteten Titers beträgt (geschätzt auf der Grundlage früherer Titrationen). Liegen die Ergebnisse außerhalb dieser Grenzen, so müssen die Tests wiederholt werden. Ein Endpunkttiter von 1:11 oder weniger gilt als negativ.

C. Der ELISA zum Nachweis und zur Quantifizierung von Antikörpern wird nach folgendem Protokoll durchgeführt:

Reagenzien:

Kaninchen-Antiseren gegen 146S-Antigen von sieben Typen des MKS-Virus, verwendet in vorbestimmter optimaler Konzentration in Cabonat-/Bicarbonat-Puffer, pH-Wert 9,6. Antigene aus ausgewählten Virusstämmen aufbereiten, die auf Monolayern von BHK-21-Zellen angezüchtet wurden. Die nicht gereinigten Überstände nach dem vorgegebenen Protokoll, jedoch ohne Serum, verwenden und vortitrieren, um eine Verdünnung zu erhalten, die nach Zugabe eines gleichen Volumens PBST (phosphatgepufferte Kochsalzlösung mit 0,05 % Tween 20 und Phenolrot-Indikator) ein OD-Ergebnis zwischen 1,2 und 1,5 liefert. Die Viren können inaktiviert verwendet werden. PBST als Verdünnungsmittel verwenden. Meerschweinchen-Antiseren durch Beimpfung von Meerschweinchen mit 146S-Antigen jedes Serotyps aufbereiten. In PBST mit 10 % normalem Rinderserum und 5 % normalem Kaninchenserum eine vorbestimmte optimale Konzentration herstellen. Mit Meerrettichperoxidase konjugiertes Kaninchen-anti-Meerschweinchen-Immunglobulin in vorbestimmter optimaler Konzentration in PBST mit 10 % normalem Rinderserum und 5 % normalem Kaninchenserum verwenden. Die Testseren in PBST verdünnen.

Testdurchführung:

1.

ELISA-Mikrotiterplatten in einer feuchten Kammer bei Raumtemperatur mit 50 μl Kaninchen-Antiseren beschichten und über Nacht stehen lassen.

2.

In U-förmigen Mikrotiterplatten (Trägerplatten) 50 μl einer doppelten 2er-Verdünnungsreihe jedes Testserums, beginnend mit 1:4, vorbereiten. 50 μl einer konstanten Antigendosis in jede Vertiefung geben und die Gemische über Nacht bei 4 °C stehenlassen. Durch Zugabe des Antigens verringert sich die Verdünnung des Ausgangsserums auf 1:8.

3.

Die ELISA-Mikrotiterplatten fünfmal mit PBST waschen.

4.

50 μl der Serum-Antigen-Gemische von den Trägerplatten auf die mit Kaninchenserum beschichteten ELISA-Mikrotiterplatten übertragen und eine Stunde bei 37 °C auf einem Orbitalschüttler inkubieren.

5.

Nach dem Waschen in jede Vertiefung 50 μl Meerschweinchen-Antiserum gegen das Antigen gemäß Nummer 4 geben. Platten eine Stunde bei 37 °C auf einem Orbitalschüttler inkubieren.

6.

Platten waschen und in jede Vertiefung 50 μl mit Meerrettichperoxidase konjugiertes Kaninchen-anti-Meerschweinchen-Immunglobulin geben. Platten eine Stunde bei 37 °C auf einem Orbitalschüttler inkubieren.

7.

Platten waschen und in jede Vertiefung 50 μl OPD mit 0,05 % H₂O₂ (Massenkonzentration 30 %) geben.

8.

Reaktion nach 15 Minuten mit 1,25-molarer H₂SO₄ stoppen.

Platten mit einem Spektralfotometer bei 492 nm auf einem ELISA-Plattenlesegerät ablesen, das an einen Mikrocomputer angeschlossenen ist.

Kontrollen:

Für jedes verwendete Antigen 40 serumfreie Vertiefungen mit in PBST verdünntem Antigen. Eine doppelte 2er-Verdünnungsreihe mit homologem Rinderreferenzantiserum. Eine doppelte 2er-Verdünnungsreihe mit negativem Rinderserum.

Auswertung:

Antikörpertiter werden ausgedrückt als die Endverdünnung des Testserums, die 50 % des OD-Mittelwertes für die Viruskontrollvertiefungen ohne Testserum ergibt. Titer über 1:40 gelten als positiv.

Literaturhinweise:

Hamblin, C., Barnett, I. T. R., Hedger, R. S., „A new enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for the detection of antibodies against foot-and-mouth disease virus I. Development and method of ELISA” , in Journal of Immunological Methods 93 (1986), Nr. 1, S. 115-121.

Aujeszky-Krankheit (AK)

A. Der Serumneutralisationstest wird nach folgendem Protokoll durchgeführt:

Serum:

Alle Seren vor Gebrauch 30 Minuten bei 56 °C inaktivieren.

Testdurchführung:

Für den Serumneutralisationstest mit variierendem Virustiter auf Mikrotiterplatten Vero-Zellen oder andere empfängliche Zellen verwenden. Das AK-Virus bei 100 TCID₅₀ je 0,025 ml verwenden; inaktivierte unverdünnte Serumproben mit einem gleichen Volumen (0,025 ml) Virussuspension mischen. Vor Zugabe der geeigneten Zellen die Virus-Serum-Gemische zwei Stunden bei 37 °C auf den Mikrotiterplatten inkubieren. Die Zellen in einer Konzentration verwenden, die gewährleistet, dass sich nach 24 Stunden eine Monolayerkultur ausbildet.

Kontrollen:

i) Prüfung der Infektiosität des Virus, ii) Kontrolle der Serumtoxizität, iii) Kontrolle der unbeimpften Zellkulturen, iv) Referenzantiseren.

Auswertung:

Die Ergebnisse des Neutralisationstests und der Titer des beim Test verwendeten Virus werden nach 3- bis 7-tägiger Inkubation bei 37 °C abgelesen. Serumtiter von weniger als 1:2 (unverdünntes Serum) gelten als negativ.

B. Jeder andere Test, der gemäß der Entscheidung 2008/185/EG⁽⁴⁾ anerkannt ist.

Transmissible Gastroenteritis (TGE)

Der Serumneutralisationstest wird nach folgendem Protokoll durchgeführt:

Serum:

Alle Seren vor Gebrauch 30 Minuten bei 56 °C inaktivieren.

Testdurchführung:

Für den Serumneutralisationstest mit variierendem Virustiter auf Mikrotiterplatten A72-Zellen (Hundetumorzellen) oder andere empfängliche Zellen verwenden. Das TGE-Virus bei 100 TCID₅₀ je 0,025 ml verwenden; inaktivierte unverdünnte Serumproben mit einem gleichen Volumen (0,025 ml) Virussuspension mischen. Vor Zugabe der geeigneten Zellen die Virus-Serum-Gemische 30 bis 60 Minuten bei 37 °C auf den Mikrotiterplatten inkubieren. Die Zellen in einer Konzentration verwenden, die gewährleistet, dass sich nach 24 Stunden eine Monolayerkultur ausbildet. Jeder Zelle 0,1 ml Zellsuspension zugeben.

Kontrollen:

i) Prüfung der Infektiosität des Virus, ii) Kontrolle der Serumtoxizität, iii) Kontrolle der unbeimpften Zellkulturen, iv) Referenzantiseren.

Auswertung:

Die Ergebnisse des Neutralisationstests und der Titer des beim Test verwendeten Virus werden nach 3- bis 5-tägiger Inkubation bei 37 °C abgelesen. Serumtiter von weniger als 1:2 (Endverdünnung) gelten als negativ. Wirken unverdünnte Serumproben auf die Gewebekulturen toxisch, so können diese Seren vor Gebrauch im Test 1:2 verdünnt werden. Die entspricht einer Endverdünnung des Serums von 1:4. In diesen Fällen gelten Serumtiter von weniger als 1:4 (Endverdünnung) als negativ.

Vesikuläre Schweinekrankheit

Tests auf vesikuläre Schweinekrankheit werden gemäß der Entscheidung 2000/428/EG⁽⁵⁾ durchgeführt.

Klassische Schweinepest

Tests auf klassische Schweinepest werden gemäß der Entscheidung 2002/106/EG⁽⁶⁾ durchgeführt. Für Tests auf klassische Schweinepest gelten die Leitlinien gemäß dem einschlägigen Kapitel des OIE-Handbuchs zu Untersuchungsmethoden und Vakzinen für Landtiere. Sensitivität und Spezifität des serologischen Tests auf klassische Schweinepest sind in einem nationalen Labor zu bewerten, das über ein Qualitätssicherungssystem verfügt. Die angewandten Testverfahren müssen nachweislich die Erkennung einer Reihe schwach und stark positiver Referenzseren sowie den Antikörpernachweis im frühen Krankheitsstadium und in der Rekonvaleszenzphase ermöglichen.

Vesikuläre Stomatitis (VS)

Der Virusneutralisationstest wird gemäß den Testprotokollen für die vesikuläre Stomatitis in Kapitel 2.1.19 des OIE-Handbuchs mit Normenempfehlungen zu Diagnosemethoden und Vakzinen für Landtiere durchgeführt. Bei Seren, die bei einer Verdünnung von mindestens 1:32 einen zytopathischen Effekt verhindern, wird davon ausgegangen, dass sie Antikörper gegen das Virus der vesikulären Stomatitis enthalten.

TEIL 7

Betroffene Tierarten

Taxon
ORDNUNG	FAMILIE	GATTUNG/ART
Artiodactyla	Camelidae	Camelus spp., Lama spp., Vicugna spp.

KAPITEL 1

1. Tiere, die nach St. Pierre und Miquelon eingeführt wurden, müssen vor ihrer Versendung zum Verbringen in die Union mindestens 60 Tage lang in einer zugelassenen Quarantänestation gehalten werden. Dieser Zeitraum kann bei einzelnen Tierarten je nach Testanforderungen verlängert werden. Darüber hinaus müssen die Tiere folgende Anforderungen erfüllen:

a)

Verschiedene Sendungen können gleichzeitig in die Quarantänestation aufgenommen werden. Nach der Einstallung müssen jedoch alle Tiere ein und derselben Art als eine zusammengehörige Gruppe angesehen und als solche bezeichnet werden. Die Quarantäne muss für die gesamte Gruppe zu dem Zeitpunkt beginnen, an dem das letzte Tier in die Quarantänestation eingestallt wurde.

b)

Innerhalb der Quarantänestation sind die einzelnen Tiergruppen so zu halten, dass sie weder direkt noch indirekt mit anderen Tieren in Berührung kommen, einschließlich etwaiger Tiere, die zu anderen Sendungen gehören.

Jede Sendung muss in der zugelassenen Quarantänestation verbleiben und vor Vektorinsekten geschützt werden.

c)

Wird eine Tiergruppe während des Zeitraums der Quarantäne nicht lückenlos isoliert und kommen die Tiere mit anderen Tieren in Berührung, so muss die Quarantäne für denjenigen Zeitraum erneut beginnen, der ursprünglich zum Zeitpunkt der Einstallung in die Quarantänestation festgelegt wurde.

d)

Tiere, die in die Union verbracht werden sollen und im Zuge dessen in die Quarantänestation eingestallt werden, sind unter folgenden Bedingungen zu verladen und auf direktem Wege in die Union zu versenden:

i)

Sie kommen nicht mit Tieren in Berührung, die die Tiergesundheitsbedingungen für das Verbringen der betreffenden Tierkategorie in die Union nicht erfüllen;

ii)

sie sind so auf Sendungen aufgeteilt, dass die Tiere keiner Sendung mit Tieren in Berührung kommen können, die für die Einfuhr in die Union nicht in Frage kommen;

iii)

sie werden in Transportmitteln oder Containern befördert, die vor ihrer Verwendung mit einem Desinfektionsmittel gereinigt und desinfiziert wurden, das in St. Pierre und Miquelon amtlich zur Bekämpfung der Krankheiten gemäß Kapitel 2 zugelassen ist, und die so gebaut sind, dass Kot, Urin, Einstreu und Futter während der Beförderung nicht aus dem Transportmittel oder Container ausfließen oder herausfallen können.

2. Die Quarantäneeinrichtungen müssen zumindest die Mindestanforderungen gemäß Anhang B der Richtlinie 91/496/EWG⁽⁷⁾ sowie die folgenden Bedingungen erfüllen:

a)

Sie müssen unter der Aufsicht eines amtlichen Tierarztes/einer amtlichen Tierärztin stehen;

b)

sie müssen inmitten eines Gebiets von mindestens 20 km Durchmesser liegen, in dem nach amtlicher Feststellung zumindest in den letzten 30 Tagen vor ihrer Nutzung als Quarantänestation kein Fall von Maul- und Klauenseuche aufgetreten ist;

c)

sie müssen vor ihrer Nutzung als Quarantänestation mit einem Desinfektionsmittel gereinigt und desinfiziert werden, das in St. Pierre und Miquelon amtlich zur Bekämpfung der Krankheiten gemäß Kapitel 2 zugelassen ist;

d)

sie müssen unter Berücksichtigung ihrer Aufnahmekapazität Folgendes umfassen:

i)

eigene Räumlichkeiten für die Quarantäne von Tieren, einschließlich artgerechter Stallungen;

ii)

geeignete Anlagen, die

—

leicht gründlich zu reinigen und zu desinfizieren sind,

—

ein sicheres Verladen und Entladen ermöglichen,

—

die alle Anforderungen an die Fütterung und Tränkung der Tiere erfüllen,

—

die alle erforderlichen tierärztlichen Behandlungen ermöglichen;

iii)

geeignete Untersuchungsräume und Isolierstationen;

iv)

geeignete Ausrüstung für Reinigung und Desinfektion von Räumen und Transportmitteln;

v)

geeignete Lagerräume für Futter, Einstreu und Mist;

vi)

ein geeignetes System zur Abwassersammlung;

vii)

ein Büro für den amtlichen Tierarzt/die amtliche Tierärztin;

e)

während des Betriebs müssen genügend Tierärzte/Tierärztinnen anwesend sein, um alle Aufgaben wahrzunehmen;

f)

es dürfen nur Tiere eingestallt werden, die individuell so gekennzeichnet sind, dass sich ihre Herkunft ermitteln lässt; zu diesem Zweck muss sich der Eigentümer bzw. Betreiber einer Quarantänestation bei der Einstallung von Tieren vergewissern, dass diese ordnungsgemäß gekennzeichnet sind und ihnen Tiergesundheitsbescheinigungen für die betreffende Tierart bzw. Tierkategorie beiliegen; darüber hinaus muss der Eigentümer bzw. Betreiber der Quarantänestation Folgendes für mindestens drei Jahre in einem Register oder in einer Datenbank erfassen: Name des Tiereigentümers, Herkunft der zu der Sendung gehörenden Tiere, Datum der Einstallung und der Ausstallung dieser Tiere, Kennnummern dieser Tiere und Bestimmungsort;

g)

die zuständige Behörde muss die amtliche Aufsicht über die Quarantänestationen regeln und dafür Sorge tragen, dass diese tatsächlich beaufsichtigt werden; unter anderem sind die Quarantänestationen regelmäßig zu inspizieren, damit überprüft werden kann, ob die Zulassungsbedingungen weiterhin erfüllt sind; bei Nichterfüllung der Zulassungsbedingungen und bei Aussetzung der Zulassung darf die Zulassung erst dann wieder erteilt werden, wenn sich die zuständige Behörde vergewissert hat, dass die Quarantäneeinrichtungen alle Bedingungen gemäß den Buchstaben a bis g erfüllen.

KAPITEL 2

1.

ALLGEMEINE ANFORDERUNGEN

Die Tiere sind den nachstehend beschriebenen Untersuchungen zu unterziehen; dazu werden – sofern nicht anderweitig geregelt – frühestens 21 Tage nach dem Tag, an dem die Quarantäne beginnt, Blutproben entnommen. Die Laboruntersuchungen erfolgen in einem zugelassenen Labor in der Union; eine Beschreibung aller durchgeführten Laboruntersuchungen, Untersuchungsergebnisse, Impfungen und Behandlungen sind der Tiergesundheitsbescheinigung beizufügen. Damit die Belastung der Tiere auf ein Minimum begrenzt wird, sind Probenahmen, Tests und etwaige Impfungen unter Beachtung der Mindestzeitabstände gemäß den Testprotokollen in Teil 2 so weit möglich zusammenzufassen.

2.

BESONDERE ANFORDERUNGEN

2.1

CAMELIDAE

a)

Testverfahren: Intrakutan-Simultantest unter Verwendung von PPD-Rindertuberkulin und PPD-Geflügeltuberkulin im Einklang mit den Standards für die Herstellung von Rinder- und Geflügeltuberkulin gemäß Anhang B Nummer 2.1.2 der Richtlinie 64/432/EWG.

Die Injektion ist hinter der Schulterblattgräte (Achselgegend) nach dem Verfahren gemäß Anhang B Nummer 2.2.4 der Richtlinie 64/432/EWG zu verabreichen.

b)

Zeitplan: Die Tiere sind binnen zwei Tagen nach dem Tag ihrer Einstallung in die Quarantänestation einem Test zu unterziehen sowie 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests erneut zu untersuchen.

c)

Auswertung der Ergebnisse:

Die Reaktion gilt als

—

negativ, wenn die Zunahme der Hautfaltendicke weniger als 2 mm beträgt,

—

positiv, wenn die Zunahme der Hautfaltendicke mehr als 4 mm beträgt, bzw.

—

zweifelhaft, wenn die Zunahme der Hautfaltendicke bei PPD-Rindertuberkulin zwischen 2 mm und 4 mm ausmacht oder über 4 mm beträgt, jedoch geringer ist als die Zunahme der Hautfaltendicke bei PPD-Geflügeltuberkulin.

d)

Mögliche Maßnahmen nach der Untersuchung:

Reagiert ein Tier auf das intrakutan injizierte PPD-Rindertuberkulin positiv, so wird dieses Tier aus der Gruppe ausgeschlossen, und die verbleibenden Tiere werden frühestens 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests mit positivem Ergebnis erneut untersucht, was dann als erster Test im Sinne des Buchstaben b gilt.

Reagieren mehrere Tiere der Gruppe positiv, so wird die gesamte Gruppe von der Ausfuhr in die Union ausgeschlossen.

Zeigen ein oder mehrere Tiere derselben Gruppe eine zweifelhafte Reaktion, so wird die gesamte Gruppe frühestens 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests erneut untersucht, was dann als erster Test im Sinne des Buchstaben b gilt.

a)

Testverfahren:

i)

Brucella abortus: Rose-Bengal-Test (RBT) und Serumagglutinationstest (SAT) gemäß Anhang C Nummer 2.5 bzw. Anhang C Nummer 2.6 der Richtlinie 64/432/EWG. Bei positivem Ergebnis wird zur Bestätigung eine Untersuchung mittels Komplementbindungsreaktion gemäß Anhang I Teil 6 der Verordnung (EU) Nr. 206/2010 durchgeführt.

ii)

Brucella melitensis: RBT und SAT gemäß Anhang C Nummer 2.5 bzw. Anhang C Nummer 2.6 der Richtlinie 64/432/EWG. Bei positivem Ergebnis wird zur Bestätigung eine Untersuchung mittels Komplementbindungsreaktion nach dem Verfahren gemäß Anhang C der Richtlinie 91/68/EWG durchgeführt.

iii)

Brucella ovis: Untersuchung mittels Komplementbindungsreaktion gemäß Anhang D der Richtlinie 91/68/EWG.

b)

Zeitplan: Die Tiere sind binnen zwei Tagen nach dem Tag ihrer Einstallung in die Quarantänestation einem Test zu unterziehen sowie 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests erneut zu untersuchen.

c)

Auswertung der Ergebnisse:

Eine Reaktion gilt dann als positiv, wenn eine positive Reaktion im Sinne des Anhangs C der Richtlinie 64/432/EWG vorliegt.

d)

Mögliche Maßnahmen nach der Untersuchung:

Reagiert ein Tier auf einen der Tests positiv, so wird dieses Tier aus der Gruppe ausgeschlossen, und die verbleibenden Tiere werden frühestens 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests mit positivem Ergebnis erneut untersucht, was dann als erster Test im Sinne des Buchstaben b gilt.

Nur Tiere, die bei zwei aufeinanderfolgenden Tests gemäß Buchstabe b negativ reagiert haben, dürfen in die Union verbracht werden.

a)

Testverfahren: Agargel-Immundiffusionstest gemäß Anhang I Teil 6 der Verordnung (EU) Nr. 206/2010.

Bei positivem Ergebnis werden die Tiere zur Unterscheidung zwischen den zwei Krankheiten einem kompetitiven ELISA gemäß Anhang I Teil 6 der Verordnung (EU) Nr. 206/2010 unterzogen.

b)

Zeitplan:

Die Tiere müssen auf zwei Tests negativ reagieren, wobei der erste binnen zwei Tagen nach dem Tag der Einstallung der Tiere in die Quarantänestation und der zweite frühestens 21 Tage nach dem Tag des ersten Tests durchzuführen ist.

c)

Mögliche Maßnahmen nach der Untersuchung:

i)

Blauzungenkrankheit

Reagieren ein oder mehrere Tiere auf den ELISA gemäß Anhang I Teil 6 der Verordnung (EU) Nr. 206/2010 positiv, so wird/werden das betreffende Tier bzw. die betreffenden Tiere aus der Gruppe ausgeschlossen, und die in der Gruppe verbleibenden Tiere werden ab dem Tag, an dem die Proben für den Test mit positivem Ergebnis entnommen wurden, 100 Tage lang unter Quarantäne gestellt. Die Gruppe gilt erst dann als frei von der Blauzungenkrankheit, wenn amtliche Tierärzte/Tierärztinnen bei regelmäßigen Kontrollen während des gesamten Zeitraums der Quarantäne keine klinischen Anzeichen der Krankheit nachgewiesen haben und die Quarantänestation frei von Vektoren der Blauzungenkrankheit (Culicoides) geblieben ist.

Zeigen sich während des in Unterabsatz 1 genannten Zeitraums der Quarantäne bei einem weiteren Tier klinische Anzeichen der Blauzungenkrankheit, so werden alle Tiere der Gruppe vom Verbringen in die Union ausgeschlossen.

ii)

Epizootische Hämorrhagie der Hirsche (EHD)

Werden durch den zur Bestätigung durchgeführten ELISA bei einem oder mehreren Tieren, die positiv reagiert haben, Antikörper gegen das EHD-Virus nachgewiesen, so gilt/gelten das betreffende Tier bzw. die betreffenden Tiere als positiv und werden aus der Gruppe ausgeschlossen; in diesem Fall wird die gesamte Gruppe zwei Wiederholungsuntersuchungen unterzogen, wobei die erste frühestens 21 Tage nach dem Tag des ersten Tests mit positivem Ergebnis und die zweite Wiederholungsuntersuchung frühestens 21 Tage nach dem Tag der ersten durchgeführt werden muss und beide Tests ein negatives Ergebnis liefern müssen.

Reagieren weitere Tiere bei einer der Wiederholungsuntersuchungen oder bei beiden Wiederholungsuntersuchungen positiv, so wird die gesamte Gruppe vom Verbringen in die Union ausgeschlossen.

a)

Testverfahren: Diagnostik (Tests mit Probang-Gerät und serologische Untersuchungen) mittels ELISA und Virusneutralisationstest nach den Protokollen in Anhang I Teil 6 der Verordnung (EU) Nr. 206/2010.

b)

Zeitplan: Die Tiere müssen auf zwei Tests negativ reagieren, wobei der erste binnen zwei Tagen nach dem Tag der Einstallung der Tiere in die Quarantänestation und der zweite frühestens 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests durchzuführen ist.

c)

Mögliche Maßnahmen nach der Untersuchung: Reagiert ein Tier bei der Untersuchung auf das MKS-Virus positiv, so kommt keines der Tiere in der Quarantänestation für das Verbringen in die Union in Frage.

Hinweis: Jeder Nachweis von Antikörpern gegen Strukturproteine oder gegen Nichtstrukturproteine des MKS-Virus wird unabhängig vom Impfstatus als Folge einer früheren MKS-Infektion angesehen.

a)

Testverfahren: Der kompetitive ELISA gemäß dem OIE-Handbuch zu Untersuchungsmethoden und Vakzinen für Landtiere (letzte Fassung) ist der gängigste Test und für den internationalen Handel vorgeschrieben. Der Serumneutralisationstest oder andere anerkannte Untersuchungsverfahren nach den Protokollen in den einschlägigen Kapiteln des OIE-Handbuchs können ebenfalls angewandt werden.

b)

Zeitplan: Die Tiere müssen zwei Tests unterzogen werden, wobei der erste binnen zwei Tagen nach dem Tag der Einstallung der Tiere in die Quarantänestation und der zweite frühestens 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests durchzuführen ist.

c)

Mögliche Maßnahmen nach der Untersuchung: Reagiert ein Tier bei der Untersuchung auf das Rinderpestvirus positiv, so kommt keines der Tiere in der Quarantänestation für das Verbringen in die Union in Frage.

a)

Testverfahren: ELISA, Virusneutralisationstest oder andere anerkannte Untersuchungsverfahren nach den Protokollen in den einschlägigen Kapiteln des OIE-Handbuchs.

b)

Zeitplan: Die Tiere müssen zwei Tests unterzogen werden, wobei der erste binnen zwei Tagen nach dem Tag der Einstallung der Tiere in die Quarantänestation und der zweite frühestens 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests durchzuführen ist.

c)

Mögliche Maßnahmen nach der Untersuchung: Reagiert ein Tier bei der Untersuchung auf das Virus der vesikulären Stomatitis positiv, so kommt keines der Tiere in der Quarantänestation für das Verbringen in die Union in Frage.

a)

Testverfahren: ELISA, Virusneutralisationstest oder andere anerkannte Untersuchungsverfahren nach den Protokollen in den einschlägigen Kapiteln des OIE-Handbuchs.

b)

Zeitplan: Die Tiere müssen zwei Tests unterzogen werden, wobei der erste binnen zwei Tagen nach dem Tag der Einstallung der Tiere in die Quarantänestation und der zweite frühestens 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests durchzuführen ist.

c)

Mögliche Maßnahmen nach der Untersuchung: Zeigt ein Tier Anzeichen des Kontakts mit dem Rifttalfieber-Virus, so kommt keines der Tiere in der Quarantänestation für das Verbringen in die Union in Frage.

a)

Testverfahren: Serologische Tests (ELISA, Virusneutralisationstest oder andere anerkannte Untersuchungsverfahren nach den Protokollen in den einschlägigen Kapiteln des OIE-Handbuchs).

b)

Zeitplan: Die Tiere müssen zwei Tests unterzogen werden, wobei der erste binnen zwei Tagen nach dem Tag der Einstallung der Tiere in die Quarantänestation und der zweite frühestens 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests durchzuführen ist.

c)

Mögliche Maßnahmen nach der Untersuchung: Zeigt ein Tier Anzeichen des Kontakts mit dem Erreger der Lumpy-skin-Krankheit, so kommt keines der Tiere in der Quarantänestation für das Verbringen in die Union in Frage.

a)

Testverfahren: ELISA, Virusneutralisationstest, Immunfluoreszenztest oder andere anerkannte Untersuchungsverfahren.

b)

Zeitplan: Die Tiere müssen zwei Tests unterzogen werden, wobei der erste binnen zwei Tagen nach dem Tag der Einstallung der Tiere in die Quarantänestation und der zweite frühestens 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests durchzuführen ist.

c)

Mögliche Maßnahmen nach der Untersuchung: Zeigt ein Tier Anzeichen des Kontakts mit dem Erreger des hämorrhagischen Krim-Kongo-Fiebers, so kommt keines der Tiere in der Quarantänestation für das Verbringen in die Union in Frage.

a)

Testverfahren: Der Parasit kann in konzentrierten Blutproben nach den Protokollen in den einschlägigen Kapiteln des OIE-Handbuchs nachgewiesen werden.

b)

Zeitplan: Die Tiere müssen zwei Tests unterzogen werden, wobei der erste binnen zwei Tagen nach dem Tag der Einstallung der Tiere in die Quarantänestation und der zweite frühestens 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests durchzuführen ist.

c)

Mögliche Maßnahmen nach der Untersuchung: Wird bei einem Tier der Sendung Trypanosoma evansi nachgewiesen, so kommt es für das Verbringen in die Union nicht in Frage. Die in der Gruppe verbleibenden Tiere werden mit geeigneten Mitteln einer innerlichen und äußerlichen antiparasitären Behandlung gegen Trypanosoma evansi unterzogen.

a)

Testverfahren: Der Nachweis viraler DNA durch Virusidentifizierung mittels Immunfluoreszenz oder Immunzytochemie nach den Protokollen in den einschlägigen Kapiteln des OIE-Handbuchs.

b)

Zeitplan: Die Tiere müssen zwei Tests unterzogen werden, wobei der erste binnen zwei Tagen nach dem Tag der Einstallung der Tiere in die Quarantänestation und der zweite frühestens 42 Tage nach dem Tag des ersten Tests durchzuführen ist.

c)

Mögliche Maßnahmen nach der Untersuchung: Zeigt ein Tier Anzeichen des Kontakts mit dem Erreger des bösartigen Katarrhalfiebers, so kommt keines der Tiere in der Quarantänestation für das Verbringen in die Union in Frage.

Impfung: Wenn der Bestimmungsmitgliedstaat dies verlangt, kann gegen Tollwut geimpft werden; dem Tier werden Blutproben entnommen und zum Antikörpernachweis wird ein Serumneutralisationstest durchgeführt.